Explicación-1-TP

Report
Esp. Graciela Rodriguez
JTP. Curso Parasitología.
UNSL.
•
Recolección de muestras de materia fecal.

En fresco.
Con conservantes.

•
•
Procesamiento de muestras fecales.
Técnicas de concentración:
Sedimentación: -Carles-Barthelemy.
-Teleman modificado.
 Flotación: -Método de Willis.
-Método de Sheather.
-Método de Faust.

RECOLECCIÓN DE MUESTRAS DE
MATERIA FECAL
Recolección de materia fecal para exámen directo
o fresco:




Permite observar trofozoítos móviles.
Observar dentro de los 30 minutos de emitida.
Muestra de materia fecal del tamaño de una cucharadita
de café en recipiente limpio. Evitar contaminación con
orina
En pacientes que usen pañales tomar la muestra de las
nalgas, nunca del pañal.
Recolección de materia fecal en conservantes:


Se usa cuando: -No se puede procesar dentro de los 30
minutos.
-Facilitar el transporte.
-Conservar varios meses.
Muestra de materia fecal recién emitida en recipiente
con solución conservante. Evitar contaminación con
orina. ( 1 porción de materia fecal en 3 volúmenes de
solución conservante)
Conservante
Ventajas
Desventajas
Solución salina
formolada
(5 o 10 %)
-Fácil preparación
-Larga duración
-Buen preservante para quistes de
protozoarios, larvas y huevos de
helmintos
-Inapropiado
para
preservar
trofozoítos de protozoarios
-No
apropiado
para
algunas
coloraciones permanentes
MIF
( Merthiolate iodo
formaldheído)
-Fácil preparación
-Larga duración
-Fija y colorea los organismos
-Inapropiado
para
coloración
permanente con técnica tricrómica
-No
conserva
morfología
de
trofozoítos
-El iodo distorsiona protozoarios
SAF
(Acetato de sodio
ácido acético
formaldheído)
-Fácil preparación
-Requiere
aditivos
(albúmina-Larga duración
glicerina) para la adhesión de las
-Apropiado para coloraciones ácido muestras al portaobjetos
alcohol resistentes
-Coloraciones permanentes no tan
buenas como con PVA
Conservantes para muestras fecales
PVA
(Alcohol polivinílico)
-Buen preservante para trofozoítos
y
quistes
de
protozoarios.
Tipificación de amebas.
-Fácil preparación de preparados
para coloraciones permanentes
(preserva y fija)
-Inadecuada
preservación
de
morfología de huevos de helmintos,
larvas, coccidios y microsporidios
-Contiene cloruro mercúrico
-Difícil preparación
Solución de
dicromato de potasio
-Útil para estudio de coccidios
-Apropiado para esporulación
-Impide crecimiento bacteriano
-No es fijador
FRECUENCIA DE LA
RECOLECCIÓN
Muestra única: en pacientes hospitalizados
 Muestra seriada: - En el lapso de 7 días, no mayor de
15 días, recoger una pequeña porción de cada
deposición espontanea (mínimo 6 muestras). Mezclar
con la solución conservadora. ( De esta manera se
evitan las fases negativas de las parasitosis).
Evitar
ingesta
de
bismuto,
antidiarreicos no absorbibles, aceites minerales, soluciones
de contraste para radiografías (interfieren en la detección)

PROCESAMIENTO DE MUESTRAS
FECALES

Muestras recolectadas en fresco:
-
Examen macroscópico: consistencia (sólidas, semisólidas,
pastosas, líquidas), olor, color, sangre, moco, proglótides,
parásitos adultos, etc.
Examen microscópico de trofozoítos móviles entre
porta y cubreobjetos.
-
Fase previa en los métodos de
concentración: Homogeneización y filtración
A
FILTRADO
TÉCNICAS DE CONCENTRACIÓN
 Métodos de sedimentación- centrifugación:
 Teleman
modificado.
 Carles-Barthelemy.

Métodos de flotación- centrifugación:
 Método
de Willis.
 Método de Faust.
 Método de Sheather.
Método de Teleman modificado
Procedimiento:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en
solución formolada.
Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo
de centrífuga.
Agregar 2 ml de éter.
Centrifugar a 1000-1500 rpm durante 3-5 minutos.
Eliminar con golpe seco el sobrenadante.
Tomar con pipeta pasteur una pequeña cantidad del
sedimento y colocar en portaobjetos.
Agregar una gota de lugol y sellar con un cubreobjeto.
Método de Teleman modificado
Líq. A
Sol. salina
formolada
(densidad 1,010)
2 ml
Éter sulfúrico
3 a 5 min
1000-1500 rpm
Lugol
100x / 400x
Volcar
sobrenadante
Método de Carles-Barthelemy
Procedimiento:
1.
Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en
solución formolada.
2.
Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo
de centrífuga.
3.
Centrifugar 2 a 3 minutos a 2000 rpm.
4.
Volcar sobrenadante. Disolver sedimento en solución B.
Agitar. Agregar 2 a 3 ml de éter sulfúrico. Agitar
fuertemente. Reposar
5.
Centrifugar 2 minutos a 1500 rpm.
6.
Romper el anillo (capa éter) con varilla de vidrio. Evitar
que se mezcle con el sedimento.
7.
Centrifugar 2 minutos a 1500 rpm.
8.
Observar sedimento.
Método de Carles-Barthelemy
Líq. B: Sol. de Ácido
cítrico, formolada
(Densidad: 1.047)
Líq. A
Sol. salina
formolada
2 a 3 min
2000 rpm
Diluir
Volcar
sobrenadante
2 a 3 cc
Agitar
Lugol

Tirar
Sob.
100x / 400x
Densidad
1,050-1,150
Éter sulfúrico
Método de Willis
Procedimiento:
1.
Colocar en el frasco una muestra de materia fecal del
tamaño de un garbanzo.
2.
Agregar solución salina sobresaturada. Mezclar.
3.
Colocar un portaobjetos sobre el borde superior del
frasco y completar con la misma solución hasta que la
película superficial haga contacto con el portaobjetos.
4.
Dejar la solución 10 minutos a 1 hora ( 20 minutos).
5.
Levantar rápida y verticalmente el portaobjetos,
invirtiéndolo y colocar un cubreobjetos.
6.
Observar al microscopio con bajo aumento.
Método de Willis
Solución NaCl
(densidad 1,200)
FILTRADO
Homogeneizar
Lugol
100x / 400x
30 a 45 min
Método de Faust
Procedimiento:
1.
Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en solución
formolada.
2.
Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo de
centrífuga.
3.
Centrifugar 2 minuto a 2000 rpm.
4.
Volcar el sobrenadante
5.
Disolver el sedimento en agua destilada
6.
Centrifugar 2 minuto a 2000 rpm. Repetir hasta que el
sobrenadante quede límpido.
7.
Volcar el sobrenadante. Agregar al sedimento 3 a 4 ml de
solución sulfato de cinc al 33%
8.
Centrifuar 2 minutos a 2000 rpm.
9.
Tomar con pipeta pasteur o ansa el material que flota.
10. Observar al microscopio.
Método de Faust
Solución de ZnSO4
(33%) (d: 1,180)
H2O
Volcar
sobrenadante
Filtrado
2 a 3 min
2000 rpm
2 a 3 min
2000 rpm
Sacar de la
superficie
con ansa
100x / 400x
Gota de
Lugol
Método de Sheather
Procedimiento:
1.
Homogenizar con varilla de vidrio las heces fijadas en
solución formolada.
2.
Filtrar a través de un embudo con una doble gasa en tubo
de centrífuga.
3.
Agregar 2 ml de éter.
4.
Centrifugar 3 a 5 minutos a 1000-1500 rpm.
5.
Eliminar con golpe seco el sobrenadante.
6.
Tomar una parte del sedimento y resuspenderlo en 1 ml
de solución de azúcar.
7.
Dejar reposar 3 minutos.
8.
Tomar una muestra de la superficie de la solución con
pipeta pasteur y colocar en portaobjetos.
9.
Observar al microscopio.
Los ooquistes de Cryptosporidium spp se observan de color
rosado y las levaduras de color verdoso.
Método de Sheather
Solución de
sheather
(sacarosafenol- H2O d)
2 ml
Éter sulfúrico
3 a 5 min
1000-1500 rpm
Volcar
sobrenadante
Lugol
Reposar 3
minutos
Tomar con pipeta
pasteur de la
superficie
100x / 400x
1 ml
NORMAS DE BIOSEGURIDAD
(BIOSEGURIDAD NIVEL II)
A)- Utilización de guantes protectores y ropa
protectora cuando se procesan las muestras.
B)- Usar cabinas de bioseguridad si es
necesario.
C)- Descontaminar la superficie de trabajo al
comienzo y final del procesamiento de las
muestras.
D)- No beber, no fumar, no comer o manipular
lentes de contacto en el área de trabajo.
E)- Al retirarse los guantes lavarse las manos.
¨UN BUEN DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO COMIENZA
CON UNA BUENA MUESTRA Y UNA BUENA MUESTRA
COMIENZA CON UNA BUENA EXPLICACIÓN Y UNA
BUENA EXPLICACIÓN TERMINA CUANDO NOS HEMOS
ASEGURADO QUE EL PACIENTE NOS COMPRENDIÓ¨

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